《M10：生物分析方法验证及样品分析》指导原则

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1. 引言

1.1 目的

本指导原则旨在为化学药物和生物药物生物分析方法验证及其在研究样品分析中的应用提供建议，以确保用于支持化学药物和生物药物研发及注册申请中生物分析结果的质量和一致性。

生物分析方​法​验​证​旨在证​明​所采用​的生物​分​析方法适用于预期目的。也可采用本指导原则建议以外的方法进行验证，但需要提供适当的科学依据。采用或拟采用不同方法验证时，建议申请人就验证方法的重大变更咨询监管机构。

1.2 背景

生物基质中化学药物和生物药物及其代谢物的浓度测定是药物开发过程中的重要内容，研究结果有助于支持药物安全性和有效性相关监管决策。因此，所使用的生物分析方法必须经过充分表征、适当验证和记录，以确保获得可靠数据以支持监管决策。

某些情况下，本指南还可促进药物研发过程中依据3Rs（减少、优化、替代）原则进行动物研究。

1.3 范围

本指导原则描述了用于支持监管决策的生物样品（例如血液、血浆、血清、其他体液或组织）分析方法验证及研究样品分析。本指导原则适用于测定生物样品（如全血、血浆、血清、其他体液或组织）中化药和生物药及其代谢产物浓度的检测方法，上述生物样品来自于：根据GLP原则进行的非临床毒代动力学（TK）研究、可替代临床研究的非临床药代动力学（PK）研究以及各期临床试验，包括向监管机构提交的生物利用度比较和生物等效性（BA/BE）研究。对拟提交注册申请的研究中涉及的主要基质，应进行完整的方法验证，必要时，还应对其他基质进行部分验证。

对不用于注册申请、药物安全有效性评估或说明书内容的试验（如探索性研究），申请人可根据其支持内部决策的强度水平自行决定分析方法验证的程度。

本指导原则适用于配体结合分析法（LBAs）和色谱分析法[例如通常与质谱检测器联用的液相色谱（LC）或气相色谱（GC）]的定量分析。

对于必须遵循药物非临床试验质量管理规范（GLP）或药物临床试验质量管理规范（GCP）的研究，研究样品的生物分析也应符合其相关要求。

本指导原则不适用于生物标志物和免疫原性分析方法。

2. 一般原则

2.1 方法开发

生物分析方法开发的目的是确定方法的设计、操作条件、局限性和适用性以达到预期目的，并确保分析方法可用于验证。

在生物分析方法开发之前或进行中，如果可行，申请人应充分了解目标待测物（例如药物的理化性质、体内外代谢、红细胞/血浆分布以及蛋白结合情况），并考虑可能适用的任何现有分析方法的各个方面。

方法开发涉及明确待测物定量检测相关的过程和条件，包括以下要素的充分表征：

• 标准品/对照品

• 关键试剂

• 校准曲线

• 质控样品（QCs）

• 选择性和特异性

• 灵敏度

• 准确度

• 精密度

• 回收率

• 待测物稳定性

• 最低需求稀释度（MRD）

生物分析方法开发不需要保存大量的记录或注释。方法开发一旦完成，需经过方法验证，证明该方法适用于研究样品分析。

如果在分析非临床或临床研究样品期间遇到需要停止分析的问题，则应记录检测方法的任何变更及其理由。

2.2 方法验证

2.2.1 完整验证

为确保分析性能的可接受性和分析结果的可靠性，必须对生物分析方法进行验证。生物分析方法是用于测定生物样品中待测物浓度的一系列操作步骤。在建立用于临床和关键非临床研究中待测物定量分析方法时，应对生物分析方法进行全面验证。药物研发过程中采用文献报道的分析方法和商品试剂盒用于生物样品分析时，也应进行完整验证。通常情况下仅需测定一个待测物，但有时需检测多个待测物，可能涉及两种不同的药物、原形药物及其代谢物、或药物的对映体或异构体。此时，所有目标待测物的方法学验证和样品分析都应符合本指导原则。除另有说明外，色谱分析法的完整方法验证应包括以下内容：选择性、特异性、基质效应、校准曲线（响应函数）、范围（定量下限（LLOQ）至定量上限（ULOQ））、准确度、精密度、残留、稀释可靠性、稳定性和进样重现性。

除另有说明外，LBA的方法验证应包括以下内容：特异性、选择性、校准曲线（响应函数）、范围（LLOQ至ULOQ）、准确度、精密度、残留、稀释线性和稳定性。必要时，如可获得合适的研究样品，还应进行平行性考察。

方法学验证期间开展的各项评估应与研究样品的分析工作流程相关。用于分析方法验证的基质（包括抗凝剂和添加剂）应与研究样品相同。在难以获得与研究样品相同基质（例如，组织、脑脊液、胆汁等稀有基质）或检测游离药物的情况下，可采用替代基质开展分析方法验证。

替代基质的选择应科学合理。通常认为，同一物种内不同基质间的差异（如年龄、种族、性别）不会影响方法验证。

应事先建立详细具体描述生物分析方法及验证过程的书面文件，可采用研究方案、研究计划、报告、记录或标准操作规程（SOP）的形式。

2.2.2 部分验证

对经完全验证的分析方法的修改可以通过部分验证进行评估。部分验证的内容应根据方法变更的范围和性质来确定，验证内容可从仅一项准确度和精密度验证到几乎完整验证（参见第6.1节）。

2.2.3 交叉验证

当涉及多种分析方法和/或多个生物分析实验室时，需采用交叉验证评估报告数据间的相关性（参见第6.2节）。

3. 色谱法

3.1 对照标准品

分析方法验证和研究样品分析时，需将含有目标待测物的对照标准品溶液加入空白基质中，以制备校正标样和质控样品。校正标样和质控样品应采用不同的储备液配制。但是，如果储备液的准确度和稳定性已得到验证，校正标样和质控样品可采用相同的储备液配制。

应在所有校正标样、质控样品和研究样品处理过程中加入适宜的内标（IS）。若不加内标，应提供相应的支持性证据。

对照标准品具有良好性质至关重要，其质量会影响分析结果，从而影响研究数据，因此要确保其质量（纯度、鉴别）和内标的适用性。方法验证和研究样品分析过程中使用的对照标准品的来源应可靠并可追溯，并且其化学形式应与待测物相同。如果无法获得与待测物相同的对照标准品，也可以使用质量可控的其他化学形式的物质（例如盐或水合物）。

适宜的对照标准品包括药典标准品、商业化标准品或经充分验证的内部或外部组织制备的标准品。应提供分析证书（CoA）或同等的其他材料来证明对照标准品的质量，应包含有关纯度、储存条件、重新标定/失效日期和批号的相关信息。

内标不需要提供分析证书，只要证明其适用性即可，例如能够证明该物质本身或其相关的任何杂质对于待测物的检测不会产生干扰。

使用质谱检测时，建议尽可能使用稳定同位素标记的内标。同位素内标必须具有足够高的同位素纯度，并且不会发生同位素交换反应。应检查是否存在未标记待测物，如果检测到未标记待测物，则应在方法验证期间评估其潜在影响。

储备液和工作液应当使用分析证书所标明的稳定期内（即有效期或重新标定日期）的对照标准品制备。

3.2 方法验证

3.2.1 选择性

选择性是分析方法在空白生物基质中存在潜在干扰物质的情况下区分和测定待测物的能力。

应使用至少6个不同个体来源/批次（非溶血和非高脂）的空白基质（不含待测物或内标的基质样品）证明选择性。在不同来源的基质难以获得的情况下，可以使用更少来源的基质。还应评估内标的选择性。

选择性的评估应证明空白样品中待测物或内标的保留时间处没有干扰组分引起的显著响应。每个基质中，干扰组分的响应不应高于待测物定量下限响应的20%，并且不高于定量下限样品中内标响应的5％。

高脂基质选择性的评价应使用至少一种来源的高脂基质。为保证科学目的，用于验证的基质应尽可能代表预期研究样品。应尽量从甘油三酯水平异常高的受试者中获得。如果难以获得，也可以使用加入甘油三酯的基质，虽然其并不能完全代表实际研究样品。如果药物影响脂质代谢或预期的患者是高脂血症群体，则不建议使用加入甘油三酯制备的高脂基质。高脂基质的选择性验证对于临床前研究来说不是必需的，除非药物影响脂质代谢或者在特定的高脂血症动物中应用。

溶血基质选择性的评价应使用至少一种来源的溶血基质，可通过向基质中加入溶血全血（至少2% V/V）获得，以形成明显可见的溶血样品。

3.2.2 特异性

特异性是生物分析方法检测和区分待测物与其他物质的能力，包括相关物质（例如与待测物结构相似的物质、代谢物、异构体、杂质、样品制备过程中形成的降解产物，或预期目标适应症患者的合并用药）。

如果生物基质中预计存在相关物质，则应在方法验证期间或者在给药前研究样品中评估其影响。当采用LC-MS方法时，特异性的考察包括比较待测物与潜在相关干扰物质的分子量以及将相关物质与待测物色谱分离。

干扰组分的响应不应超过待测物定量下限响应的20%，并不高于定量下限样品中内标响应的5%。

在分析检测过程中（包括提取过程或进入离子源以后），还应评估代谢物回复转化为母体待测物的可能性（即潜在不稳定的代谢产物，如酯待测物到醇/酸代谢物、不稳定的N-氧化物或葡萄糖苷酸代谢物、内酯环结构）。在新化学实体药物开发的早期阶段尚未对代谢物进行研究时，这种评估通常无法实现。但建议考虑以上情形，并在必要时进行部分验证。如存在上述情况，则应该在生物样品分析报告中评估回复转化程度，并讨论对研究结果的影响。

3.2.3 基质效应

基质效应是指由于生物基质中的干扰物质和通常未识别的成分引起的待测物响应的改变。在方法验证过程中，需要考察不同来源/批次间的基质效应。

基质效应应通过分析至少3个重复的低和高浓度质控样品进行评估，每个重复使用至少6个不同来源/批次的基质制备。对于每一个来源/批次的基质，准确度应在标示浓度的±15％以内，并且精密度（变异系数百分比，％CV）不应大于15％。如果基质难以获得，可以允许使用更少来源/批次的基质。

如有可能，基质效应也应在相关的患者群体或特殊人群（例如肝功能不全或肾功能不全患者）中评估。当预计试验中会出现溶血或高脂基质时，建议在方法验证期间根据具体情况使用溶血或高脂基质进行额外的基质效应考察。

3.2.4 校准曲线和范围

校准曲线用于描述待测物的标示浓度与分析响应之间的关系。通过在空白基质中加入已知浓度待测物制备校正标样，涵盖相应的浓度范围并组成校准曲线。配制校正标样的基质应与研究样品基质相同。校准曲线的浓度范围由定量下限（LLOQ，校正标样的最低浓度）和定量上限（ULOQ，校正标样的最高浓度）来决定。在方法验证和每一分析批中，每个待测物都应随行一条校准曲线。

校准曲线应包括空白样品、零浓度样品（仅加入内标的空白样品）和至少6个浓度水平的校正标样（包括定量下限和定量上限）。

应使用简单的回归模型来充分描述浓度-响应关系。回归模型的选择应该有书面的操作规程指导。应在方法验证期间确定回归模型、数据加权和转换方案。空白样品和零浓度样品不应该包含在校准曲线回归方程当中。校正标样可以重复分析，在这种情况下，所有可接受的重复数据都应纳入校准曲线回归分析。

报告中应包括校准曲线参数（例如线性拟合时的斜率和截距）、校正标样的回算浓度和计算的平均准确度、精密度。应提交在验证过程中所有可接受的校准曲线，其中包括不同天内考察的至少3个独立分析批的校准曲线。在定量下限水平，校正标样的回算浓度应在标示浓度的±20％以内，其他水平应在标示值的±15％以内。至少有75％的校正标样且至少6个浓度水平应符合上述标准。

在使用重复测定的情况下，对于每个浓度水平，至少50％的校正标样应满足接受标准（LLOQ ±20％，其他浓度±15％）。如果不符合接受标准，则应拒绝该校正标样，并重新拟合去除该点后的校准曲线，包括回归分析。对于准确度和精密度考察的批次，如果分析批定量下限或定量上限校正标样的所有重复数据都不合格，则应拒绝该批次结果，确定分析批失败的可能原因，并在必要时修改方法。如果下一个验证批次也失败，则应在重新启动验证之前修改该方法。

应至少在一次评估中采用新鲜配制的校正标样制备校准曲线。随后，可在规定的稳定期内使用冷冻的校正标样。

3.2.5 准确度和精密度

3.2.5.1 质控样品配制

质控样品旨在模拟研究样品，通过将已知浓度的待测物加入到空白基质中来配制，并在与研究样品相同预期条件下储存和检测，以评估分析方法的有效性。

校正标样和质控样品应采用不同的储备液配制，以避免出现与分析方法性能无关的偏差。如果储备液的准确度和稳定性已得到验证，则可使用相同的储备液配制校正标样和质控样品。如果不存在干扰或基质效应，也可以使用单一来源的空白基质，详见第3.2.3节。

在方法验证过程中，应配制在校准曲线范围内至少4个浓度水平的质控样品：LLOQ、在LLOQ浓度三倍以内（低浓度质控）、约为校准曲线范围的30-50％（中浓度质控）和至少ULOQ的75％（高浓度质控）。

对于非准确度和精密度验证的分析批，可重复分析低、中和高浓度QC样品。这些QC样品连同校正标样将为接受或拒绝分析批提供依据。

3.2.5.2 准确度和精密度评估

准确度和精密度应通过分析每一个分析批（批内）和不同分析批间（批间）的质控样品来确定。应使用相同批次的数据考察准确度和精密度。

批内准确度和精密度应通过在每一分析批、对每个浓度水平的质控样品进行至少5个样品分析来评估。批间准确度和精密度需要通过对每个浓度水平质控在至少两天内考察的至少3个分析批结果进行评价。为了能够评估一个分析批内随时间变化的任何趋势，建议至少在一个分析批中证明质控样品的准确度和精密度，该分析批的大小应与研究样品预期分析批大小相当。报告的方法验证数据以及准确度和精密度的测定应包括所有获得的结果，包括不符合接受标准的单个质控样品，已被记录的明显错误情况除外。同时还要提交每个分析批的批内准确度和精密度数据。如果不是所有分析批的批内准确度和精密度均满足标准，则应计算每个浓度水平质控样品的批内准确度和精密度的总体估计值。批间精密度和准确度应合并所有批次的数据进行计算。

用于这些考察的分析批中，至少一个分析批的校准曲线应采用新鲜配制的校正标样制备。如果其他分析批未使用新鲜配制的校准曲线，则需证明冻存校正标样的稳定性。

除LLOQ外，每个浓度水平质控样品的准确度应在标示值的±15％以内，LLOQ的准确度应在标示值的±20％以内。除LLOQ外，每个浓度水平质控样品的精密度（％CV）不应超过15％，LLOQ的精密度不应超过20％。

对于非准确度和精密度验证的分析批，至少2/3的QC样品、每个浓度水平的至少50%应在标示值的±15%以内。

3.2.6 残留效应

残留效应是指前一个样品保留在分析仪器上的残余物而引起测定浓度变化。

在方法开发过程中应当评估并尽量减少残留。在验证期间，通过在ULOQ样品之后分析空白样品来考察残留效应。在ULOQ之后的空白样品中的残留应不超过LLOQ样品中待测物响应的20％和内标响应的5％。如果残留不可避免，则研究样品不能随机进样，应考虑具体措施，在方法验证时检验并在研究样品分析时应用这些措施，以确保残留不影响准确度和精密度。包括在分析预期高浓度样品之后，下一个研究样品之前，进样空白样品。

3.2.7 稀释可靠性

稀释可靠性是在必要时对样品稀释过程的评估，以确保不会对待测物浓度的准确度和精密度造成影响，应使用与配制质控样品相同物种来源的空白基质进行样品稀释。

稀释质控样品的浓度应大于ULOQ，采用空白基质对样品进行稀释，每个稀释因子至少5个测定值，并在同一批次进行检测，以确保检测浓度在校准曲线范围内被准确、精密地测量。研究样品分析过程中所用稀释因子和浓度应该处于方法学验证的稀释因子和浓度范围内。稀释质控的平均准确度应在标示值的±15%之内，精密度（%CV）不应超过15%。

当试验基质难以获得时，在证明不影响精密度和准确度的情况下可以使用替代基质进行稀释。

3.2.8 稳定性

应进行稳定性考察，以确保样品在制备、处理和分析过程中采取的每一步操作以及使用的储存条件都不会影响待测物的浓度。

用于稳定性试验的储存和分析条件，如样品储存时间和温度、样品基质、抗凝剂和容器材料等，都应与实际研究样品相同。文献报道的数据不足以证明稳定性结果。稳定性考察中质控样品的储存时间不应比研究样品储存时间短。

采用低浓度和高浓度稳定性质控样品考察基质中待测物的稳定性。低浓度和高浓度稳定性质控样品应分别在零时和考察条件下放置后进行评价。应在每个浓度水平下制备一批QC样品。对于每个浓度水平，应将这批QC样品分为至少3等份，以进行储存、处理和分析。

由新鲜制备的校正标样获得校准曲线，根据校准曲线分析稳定性质控样品，同批次随行检测新鲜制备的质控样品或稳定性已被证明的质控样品。每一浓度的均值应在标示浓度的±15%范围内。如果研究样品的浓度持续高于校准曲线的ULOQ，则应调高稳定性质控样品的浓度，以反映这些较高浓度样品的稳定性结果。由于溶解度的限制，这种情况在非临床研究中很难出现。

对固定复方制剂或特定药物治疗方案相关研究，应使用含所有给药化合物的基质进行各待测物在基质中的冻融、前处理过程中和长期稳定性的考察。

通常应该进行下列稳定性考察：

1）基质中的稳定性

冻融稳定性

为了评估从冷冻储存条件中反复取出样品的影响，应在多次冷冻和解冻循环后考察待测物的稳定性。应采用与研究样品相同的处理过程，对低和高浓度稳定性质控样品进行解冻和分析。稳定性质控样品应在解冻循环之间保持至少12小时的冷冻。用于冻融稳定性考察的质控样品应使用新鲜制备的校准曲线和质控样品或已证明稳定的质控样品进行评估。经验证的冷冻-解冻循环次数应不少于研究样品所经历的冻融循环次数，至少应进行三次循环。

前处理稳定性（短期稳定性）

应设计考察基质中待测物前处理过程中的稳定性实验，以模拟研究样品的实验室处理条件。

低浓度和高浓度稳定性质控样品应采用与研究样品相同的方式解冻，并在前处理过程中保持与研究样品相同的温度和至少相同的持续时间。

在前处理过程中的总时间应该是一致的；不接受额外暴露于前处理条件下的时间累加（即不包括每次冻融考察的时间累加）。

长期稳定性

应考察基质中的待测物在冰箱中储存的长期稳定性。低浓度和高浓度稳定性质控样品应在与研究样品相同的冰箱储存条件下保存至少相同的持续时间。

对于化学药物，可以接受将一个温度（例如-20℃）的稳定性外推到较低温度（例如-70/80℃）。

对于生物药物，可以采用括号法，例如，在-70/80°C和-20°C条件下的稳定性已经被证明的情况下，若研究样品储存温度在此范围之间，则不必额外考察研究样品储存温度下的长期稳定性。

2）处理后样品中的待测物稳定性

应考察处理后样品稳定性，包括分析完成前（在自动进样器/仪器中）的时间。如：

• 处理后样品（干燥提取物或在进样阶段）在研究样品分析时存放条件下的稳定性。

• 处理后样品在仪器或自动进样器温度下的稳定性。

处理后样品的总存储时间应该是同期的（即自动进样器存储时间和其他存储时间不能相加）。

3）储备液和工作液中待测物和内标稳定性

应根据分析研究样品期间使用的储存条件，确定待测物和内标的储备液和工作液的稳定性，采用溶液的最低和最高浓度进行考察。考虑到检测器的线性和检测范围，应通过适当稀释，通过检测器的响应来考察储备液和工作液的稳定性。如果稳定性随浓度而变化，则需要考察所有浓度储备液和工作液的稳定性。如果稳定同位素标记内标在与待测物相同的储存条件下不发生同位素交换，则内标不需要进行额外的稳定性考察。如果对照标准品过期或已超过重新标定日期，之前使用该批对照标准品配制的储备液的稳定性由储备液的有效期或重新标定日期决定。仅为了延长对照标准品的使用效期而将其配制成储备液或工作液的做法是不被接受的。

此外，如果适用，也应该进行下列考察：

4）全血稳定性

样品从受试者采集之后到储存之前，应该充分关注样品基质（全血）中待测物的稳定性，以确保通过分析方法获得的浓度能够反映样品采集时受试者血液中待测物的浓度。

如果使用的基质是血浆，则应在方法开发（例如在全血中使用探索性方法）或方法验证期间考察全血中待测物的稳定性。其结果应在方法验证报告中提供。

3.2.9 进样重现性

方法的重现性通过重复测定质控样品来考察，通常包含在精密度和准确度考察中。但如果样品可以重新进样（例如在仪器中断或其他原因如设备故障的情况下），应评估重新进样的重现性，以确定处理过的样品的可行性，并支持它们在重新进样前的储存。

重新进样的重现性通过由储存后的校正标样和至少5个低浓度和高浓度QC组成的分析批重新进样来评估，以重新进样的QC样品的精密度和准确度确定处理后样品重新进样的可行性。

应当考察并将其结果纳入方法验证报告或在生物分析报告中提交。

3.3 研究样品分析

方法验证完进样重现性成之后可进行研究样品分析，然而部分验证内容可以在后续阶段完成（如长期稳定性）。提交注册申请时生物分析方法验证应已全部完成。根据已验证的分析方法处理研究样品、质控样品和校正标样。如果考察系统适用性，则应参照预先规定的具体研究计划、方案或SOP进行。系统适用性包括设备适应和仪器性能，采用独立于当前批次校正标样和质控的样品进行考察，受试者样品不能用于考察系统适用性。同时应监测研究样品中内标响应，以确定是否存在系统性内标变异。有关内容请参考表1。

3.3.1 分析批

一个分析批由1个空白样品（不含待测物和内标的处理后样品）、1个零浓度样品（含内标的处理后基质）、至少6个浓度水平的校正标样、至少3个浓度水平的质控样品（低、中、高浓度双样品，或至少研究样品总数的5％，两者中取数目更多者）以及待分析的研究样品。质控样品应该分散到整个分析批中，以保证整个分析批的准确度和精密度。质控样品应始终与研究样品同样处理。

校正标样和质控样品应使用单独配制的储备液分别配制，除非储备液的准确度和稳定性已得到验证。所有样品（校正标样、质控样品和研究样品）应按照拟分析顺序在同一处理批中处理和提取。应避免在同一分析批检测的样品在多个单独处理批中处理。以上情况无法避免时，例如由于前处理稳定性限制，则每个处理批应包括低、中、高浓度质控样品。

对于比较BA/BE研究，建议每例受试者的全部样品在同一分析批中检测，以减少结果的变异。

应评估和报告研究样品分析过程中发生的任何残留影响（见第3.2.6节）。如检测到残留，则应减轻其对测定浓度的影响（例如研究样品的非随机化、在预期高浓度样品后进样空白样品）或在生物样品分析报告中证明报告浓度的有效性。

3.3.2 分析批接受标准

应在方案、研究计划或SOP中规定接受或拒绝分析批的标准。若一个分析批包含多个处理批，则整个分析批及单独处理批均应满足接受标准。即使分析批中一个处理批因不满足接受标准被拒绝，分析批也存在满足接受标准的可能。失败处理批中的校正标样不能用于支持在该分析批中接受其他处理批。

除LLOQ外，校正标样的回算浓度应在标示值的±15％以内，LLOQ应在±20％范围内。至少75％且不少于6个浓度水平的校正标样应满足该标准。如果采用的校正标样浓度超过6个且其中一个不满足标准，则应该拒绝该校正标样，重新计算不含该点的校准曲线并进行新的回归分析。

如果拒绝的校正标样是LLOQ，则该分析批新的LLOQ是校准曲线下一个可接受的最低浓度校正标样；新的LLOQ应满足其原来的接受标准（即±15％）。如果最高浓度校正标样被拒绝，则该分析批的ULOQ是校准曲线下一个可接受的最高浓度校正标样。重新拟合后的校准曲线范围应覆盖至少3个浓度水平（低、中、高）的质控样品。对于重新拟合校准曲线范围以外的研究样品应重新进行分析。如果使用多样品校正标样，其中仅有一个LLOQ或ULOQ标样不满足接受标准，则校正范围不变。

至少2/3且每一浓度水平至少50%质控样品的准确度值应该在标示值的±15%范围内。若不满足这一标准，则应拒绝该分析批。需要将失败分析批中的所有研究样品制备新的分析批次，以便进行后续分析。如果批次失败是由可归结的技术原因引起的，则样品可以重新进样。

含有稀释复测样品的分析批应包含稀释质控，以验证研究样品分析过程中稀释方法的准确度和精密度。稀释质控的浓度应大于需稀释研究样品（或ULOQ）的浓度，并采用相同的稀释因子进行稀释。如果在一次分析批中使用多个稀释因子，则稀释QC只需按最高和最低稀释因子稀释。稀释质控的批内接受标准仅影响稀释研究样品的接受情况，不影响分析批的结果。

在同时检测多个待测物的情况下，每个待测物都要有一条校准曲线。如果分析批其中一个待测物的结果可以接受，而另一个待测物的结果被拒绝，则可以采用接受待测物的数据，被拒绝的待测物应重新处理和分析。只需要报告重新分析的待测物的数据。

报告中应包含接受批的校正标样和质控样品的回算浓度。对于所有接受的分析批，应计算每个浓度水平质控样品的总体（批间）准确度和精密度，并在分析报告中提交（参见第8节和表1）。若总体平均准确度和/或精密度不满足15％的接受标准，则应进行调查以确认出现偏差的原因。在比较BA/BE研究中出现这种情况，可能会导致结果被拒绝。

3.3.3 校正范围

如果在研究样品分析开始前，已知或预测研究样品中的待测物浓度范围较窄，则建议缩窄校准曲线范围、调整质控样品浓度或适当添加不同浓度新的质控样品，以充分反映研究样品的浓度。

在预期的治疗剂量下，如果在样品分析开始后，出现研究样品向校准曲线一端非预期聚集的情况，应停止分析，在继续进行研究样品分析之前，缩窄校准曲线范围（即部分验证）、调整现有质控样品浓度，或者在观察到的范围内增加额外浓度的质控样品。在优化校准曲线范围或质控浓度之前已分析过的样品，没有必要进行重新分析。

以上要求同样适用于大量研究样品的分析浓度高于ULOQ的情况。如果可能，应调整校准曲线范围，并增加质控样品或调整浓度。如无法调整校准曲线范围或浓度超过ULOQ的样品数量不多，则应采用经验证的稀释方法对样品进行稀释。

至少2个质控样品浓度水平应在研究样品的浓度范围内。如果校准曲线范围被调整，则应重新验证生物分析方法（部分验证），以验证响应函数并确保准确度和精密度。

3.3.4 研究样品重分析

研究样品分析开始前，应该在方案、研究计划或SOP中预先规定重新分析研究样品的理由、重复次数以及报告值的选择标准。对于正在分析多种待测物的研究样品，如果其中一种待测物不符合接受标准，不应拒绝另一种待测物的有效结果。

应在生物样品分析报告中提供并讨论重分析样品的数量（以及占样品总数的百分比）。对于比较BA/BE研究，应使用单独的表格报告拒绝的分析批的浓度值。

研究样品重分析可能基于下列理由：

• 由于校正标样的准确度和/或质控样品的准确度和精密度不满足接受标准，导致分析批被拒绝；

• 研究样品的内标响应与校正标样和质控样品的内标响应差异显著（在SOP中预先规定）；

• 测得的浓度高于ULOQ；

• 测得的浓度低于调整后的LLOQ，而该批校准曲线中最低浓度校正标样已被拒绝，导致LLOQ比其他分析批高；

• 进样不当或设备故障；

• 稀释后的研究样品浓度低于LLOQ；

• 在给药前样品、对照或安慰剂样品中测得可定量的待测物；

• 色谱图不佳（SOP中预先规定）。

对于比较BA/BE研究，通常不接受由于药代动力学原因（例如样品浓度与预期曲线不符）重分析研究样品，因为这样可能会影响研究结果。

应在生物样品分析报告中提供包含所有重分析样品的初始值、重分析原因、重分析结果、采用结果及理由的汇总表。此外，应提供针对每种原因重新分析的样本总数的汇总表。在首次分析结果无法报告的情况下，认为单次重分析是足够的（例如浓度高于ULOQ或仪器故障）。在需要对检测结果进行确认情况下（例如给药前样品具有可测量浓度），如果样品体积足够，则可以进行重复测定。

受试者的安全性应优先于试验中的任何其他方面。因此，可能还有其他情况，需要因调查安全性而重新分析特定的研究样品。

3.3.5 研究样品重进样

如果已经在方法验证时证明了进样重现性或在生物样品分析报告中提供了进样重现性的结果，在仪器故障的情况下，可以将已经处理的样品重新进样分析。仅仅因为校正标样或质控样品失败，而没有任何确定的分析原因，就重新进样一个完整的分析批或个别校正标样或质控样品是不可接受的。

3.3.6 色谱图积分

在研究计划、方案或SOP中应规定色谱图积分以及重积分的要求。任何与规定要求不符的偏离都应在生物样品分析报告中讨论，此外，生物分析报告中还应提供需要重积分的色谱图列表，包括所有手动积分情况以及重积分的理由。应保留原始和重积分色谱图以及初始和重复积分结果以供参考，并在比较BA/BE研究的生物样品分析报告中提交。

4. 配体结合分析

4.1 主要试剂

4.1.1 对照标准品

对照标准品应进行充分表征并提供充足的证明性文件（例如，检验分析证书和来源）。生物药物具有高度复杂的结构，其与用于生物样品分析的结合试剂的反应活性可能会受药品生产工艺变化影响。因此用于配制校正标样和质控的对照标准品批次应尽可能与非临床试验和临床试验中使用的批次保持一致。如果用于生物样品分析的标准品批次发生变化，则应在使用前用原始批次和新批次的质控样品进行评估，以确保方法学的性能符合接受标准。

4.1.2 关键试剂

关键试剂包括结合试剂（例如结合蛋白、适配子、抗体或偶联抗体）和含酶试剂，对分析结果有直接影响，因此必须确保关键试剂的质量。关键试剂通过与待测物结合，发生相互作用以产生与待测物浓度相关的仪器响应。应在分析方法中对关键试剂进行鉴定和规定。

在方法开发的早期应考虑关键试剂的可靠采购方式，无论是自制还是购买商品化试剂。关键试剂的数据表应至少包括试剂标识、来源、批次/批号，纯度（如适用）、浓度（如适用）和稳定性/复测日期/储存条件（参考表1）。也有可能需要提供额外的表征数据。

关键试剂生命周期管理程序是必要的，以确保关键试剂的原始批次和新批次的一致性。试剂性能应通过生物分析方法来评估。一般关键试剂的微小变化不会影响分析性能，而重大变化可能会显著影响其性能。如果变化较小（例如，其中一种试剂来源发生变化），则进行一个对比性的准确度和精密度分析批验证即可。但如果变化较大，则有必要进行额外的验证试验。理想情况下，直接对新试剂和旧试剂的分析结果进行比较即可。重大变化包括但不限于以下方面：抗体生产工艺的改变，从动物采集的额外血样用于制备多克隆抗体和新克隆、新供货商的单克隆抗体。

应记录复验日期和验证参数，以支持延长使用或更换关键试剂。试剂的稳定性试验应基于生物分析方法中试剂的性能表现和储存条件的一般指导原则，考察时间可延长至超过供应商提供的效期范围。同时应记录性能参数，来支持关键试剂效期延长或更换。

4.2 方法验证

LBA大部分情况下使用微孔板，每个研究样品可使用单孔或多孔的方式进行分析。分析方式应在方案、研究计划或SOP中进行规定。如果在方法学开发和验证中每个样品使用单孔或多孔进行分析，那么样品分析中也应该每个样品相应地分别使用单孔或多孔进行分析。如果每个样品采用多孔方式进行分析，可以采用复孔响应的平均值来报告样品浓度或分别计算每个孔的浓度值，再取复孔浓度平均值的方法报告结果。数据评估应基于可报告的浓度值。

4.2.1 特异性

特异性与LBA中的交叉反应性概念有关。重要的是，结合试剂与目标待测物特异性结合，但不与共存的结构相关分子（例如，内源性化合物、异构体或结构相关的伴随药物）发生交叉反应。可采用在空白基质样品中添加研究样品中最大浓度的预期相关干扰物质来考察。

应考察加入最大浓度相关干扰物质时，目标待测物在LLOQ和ULOQ水平的准确度。添加相关干扰物质的空白样品的响应应低于LLOQ。存在相关干扰物质的情况下，目标待测物的准确度不应超过标示值的±25%。

当存在非特异性干扰的情况下，应在空白基质中添加递增浓度的相关干扰物质，考察目标待测物在LLOQ和ULOQ水平的准确度，来评估相关干扰物质对分析方法的影响。存在干扰时，需确定发生干扰时相关干扰物质最低浓度。在生物样品分析过程中，应采取适当措施避免，例如，可能需要相应地调整LLOQ/ULOQ或考虑新方法。

在方法学开发和早期分析验证期间，这些“相关干扰物质”通常不可获得。可以在最初的方法学验证完成后，再补充特异性验证。

4.2.2 选择性

选择性是指在样品基质中存在非特异性干扰成分时，分析方法检测和区分目标待测物的能力。基质中可能含有干扰目标待测物检测的非特异性成分，如降解酶、异嗜性抗体或类风湿因子。

应评估低浓度水平的选择性，因为在很多案例中，低浓度水平的分析会存在选择性的问题，但也建议在较高的待测物浓度水平下评估选择性。因此，应通过向至少10个不同来源的空白基质中，分别加入LLOQ和高浓度质控水平的目标待测物来考察选择性。在稀有基质的情况下，可接受使用较少不同来源的空白基质。至少80%不同来源的空白样品的响应应低于LLOQ的响应。

至少80%不同来源中，目标待测物标样样品的LLOQ的准确度应在标示值的±25%范围内，高浓度水平质控的准确度应在标示值的±20%范围内。

应评估高脂基质和溶血样品中的选择性（参考第3.2.1节）。对于高脂和溶血样品，可以使用单一来源的基质分析一个批次来评估选择性。应在相关患者人群（如肾或肝功能损伤患者、炎症或免疫肿瘤患者，如适用）的样品中评估选择性。在这种情况下，至少需要使用5名患者不同来源的基质。

4.2.3 校准曲线和范围

校准曲线反映了待测物浓度与分析平台响应值之间的关系。校准曲线由已知浓度的待测物加入基质中配制得到的构成一定浓度范围的校正标样组成。校正标样应使用与研究样品相同的生物基质制备。定量范围由最低浓度的校正标样LLOQ和最高浓度的校正标样ULOQ来定义。在方法学验证期间，每一个待测物的每一个分析批都应有一条校准曲线。如有需要，应说明使用替代基质的合理性。

校准曲线应至少由6个浓度水平的校正标样建立，包括LLOQ和ULOQ，以及一个空白样品。空白样品不应参与校准曲线参数的计算。可以使用浓度低于标准曲线LLOQ和高于ULOQ的锚定点样品来改善曲线的拟合。如果上下渐近线附近有数据点，则校准曲线的响应和浓度之间的关系通常由四参数或五参数logistic模型来拟合，如果有合理的理由，也可采用其他模型进行拟合。

应该在不同天内评估至少6个独立批次，以考察批次间的变异性。

每个校正标样回算浓度的准确度和精密度应满足：LLOQ和ULOQ水平的准确度和精密度在标示值的±25%范围内，其他所有浓度水平的准确度和精密度在标示值的±20%范围内。在不包括锚定点的情况下，应至少有75%，且至少6个浓度水平的校正标样（包括LLOQ和ULOQ）符合上述标准。锚定点因超出校准曲线的定量范围，可不要求满足上述标准。

建议校准曲线采用新鲜配制的校正标样。如果不使用新鲜配制的校正标样，则可在规定的稳定期内使用冻存的校正标样。

4.2.4 准确度和精密度

4.2.4.1质控样品的配制

质控样品旨在模拟研究样品，通过在基质中加入已知量的待测物来配制，并在与预期研究样品相同的条件下储存和检测，以评估分析方法的有效性。

用于配制质控样品的稀释系列应完全独立于用于配制校正标样的稀释系列。如果储备液的准确度和稳定性已得到验证，，则可使用同一份储备液（或工作储备液）来配制校正标样和质控样品。在校准曲线定量范围内质控样品应至少配制5个浓度水平：LLOQ 、LLOQ的三倍以内（低浓度质控）、校准曲线定量范围几何平均值附近（中浓度质控）、ULOQ的75%以上（高浓度质控）以及ULOQ。

对于非准确度和精密度验证分析批，可分析两组低、中和高浓度QC样品。这些QC样品连同校正标样将为接受或拒绝分析批提供依据。

4.2.4.2 准确度和精密度评估

准确度和精密度应通过分析每一个分析批内（批内）和不同分析批间（批间）的质控样品来确定。准确度和精密度应使用同样的分析批和数据来进行评估。

准确度和精密度应通过在2天或2天以上的至少6个分析批中，对每一个质控浓度水平（LLOQ、低、中、高、ULOQ）至少重复分析3次来确定。报告的方法验证数据和准确度及精密度的测定应包括所有可获得的结果，但明显错误且记录在案的情况除外。应报告每个分析批的批内准确度和精密度数据。如果不是所有的分析批均符合批内准确度或精密度的接受标准，则应计算每一个浓度水平质控样品的批内准确度和精密度的总体估计值。分析批之间（批间）精密度和准确度应结合所有分析批的数据来计算。

除LLOQ和ULOQ（应在标示值的±25%范围内）外，每个浓度水平下的批内和批间总体准确度应在标示值的±20%范围内。除LLOQ和ULOQ不应超过25%外，每一浓度水平质控的批内和批间精密度均不应超过20%。

对于非准确度和精密度验证分析批，至少2/3的总质控样品和每个浓度水平至少50%的质控样品应在标示值的±20%范围内。

此外，还应评估总误差（即准确度（%）和精密度（%）误差绝对值的总和））。总误差不应超过30%（LLOQ和ULOQ的总误差不应超过40%）。

4.2.5 残留效应

LBA一般不会出现残留效应的问题。但是，如果分析平台有出现残留的趋势，应通过在ULOQ的校正标样之后放置空白样品来考察残留效应的可能性。空白样品的响应应低于LLOQ。

4.2.6 稀释线性和钩状效应

由于很多LBA的分析范围狭窄，因此研究样品的浓度可能需要稀释后才能处于定量范围内。对稀释线性进行评估，以确定：（i）测量浓度在校准曲线范围内不受稀释的影响，以及（ii）高于校准曲线ULOQ的样品浓度的准确性不受钩状效应（即由高浓度待测物引起的信号抑制）的影响，以免产生错误的结果。

应使用与研究样品相同的基质来制备稀释用质控样品。

稀释线性采用稀释质控来验证，即在基质中加入高于ULOQ浓度的待测物，分析未稀释的样品（用于钩状效应），同时用空白基质稀释该样品（至少3个不同稀释因子）至校准曲线浓度范围内。至少用3个独立配制的稀释系列来考察每一个稀释因子，复孔数与样品分析中的复孔数保持一致。通过稀释质控样品验证是否存在响应抑制现象（钩状效应），如果观察到该现象且不能通过合理的方式来消除，则应在研究样品分析过程中采取措施减轻响应抑制。

经稀释因子校正后，每个稀释质控样品的计算平均浓度应在标示值的±20%范围内，精密度不应超过20%。

在研究样品分析过程中应用的稀释因子应在经验证合格的稀释因子范围内。

4.2.7 稳定性

应进行稳定性评估，以确保样品制备、处理和分析过程中的每一步骤以及储存条件不会影响待测物的浓度。

稳定性试验的储存和分析条件，如样品储存时间和温度、样品基质、抗凝剂和容器材料，都应反映实际研究样品条件。仅用参考文献报道的数据证明稳定性是不够的。应采用储存时间等于或大于研究样品储存时间的稳定性质控样品进行储存期限的验证。

使用低浓度和高浓度的稳定性质控样品评估待测物在基质中的稳定性。低和高浓度的稳定性质控样品分别在零时和一定储存条件储存后进行评估。每个浓度水平应制备一批质控样品，该批质控样品至少分成三份，用于储存、处理和分析。

由新鲜制备的校正标样获得校准曲线，根据校准曲线分析稳定性质控样品，同批次随行检测新鲜制备的质控样品或稳定性已被证明的质控样品。尽管使用新鲜制备的校正标样和质控样品是首选的方式，但对于大分子，在某些情况下，可能需要将其冷冻过夜。在这种情况下，应提供有效的数据证明冻融稳定性。质控样品在每个冻融循环间应该至少冷冻12小时。每个质控水平下的平均浓度与标示值的偏差应在±20%范围内。

在定量范围狭窄的情况下，许多LBA可能需要对样品进行稀释，研究样品的浓度可能始终高于校准曲线的ULOQ。如果是这种情况，应考虑样品稀释，调整稳定性质控样品的浓度来表示实际样品浓度范围。

对于固定剂量复方制剂和特定的给药方案，评估基质中一个待测物的冻融稳定性、前处理稳定性和长期稳定性时，应该在基质中加入所有的给药化合物，具体视情况而定。

如第3.2.8节所述，稳定性的验证应包括室温或样品制备温度下的前处理过程（短期）稳定性和冻融稳定性。此外，应验证长期冻存稳定性。

对于化学药物，将一种温度（例如-20℃）下的稳定性外推至更低温度（例如-70℃/-80℃）是可接受的。

对于生物药物，可以采用括号法，例如在-70℃/-80℃和-20°C下证明稳定性的情况下，则无需考察样品在这两个温度之间储存的稳定性。

4.3 研究样品分析

在验证完成后可进行研究样品的分析，但是一些参数可能在稍后的阶段中完成（例如，长期稳定性）。当数据提交给监管机构时，生物分析方法学验证应该已经完成。研究样品、质控样品和校正标样的处理应与经过验证的分析方法保持一致。有关内容请参阅表1。

4.3.1 分析批

一个分析批包括一个空白样品，至少6个浓度水平的校正标样，至少3个浓度水平的质控样品（低、中和高）各两套（或至少占研究样品总数的5%，以较高者为准），以及待分析研究样品。空白样品不应纳入校准曲线参数的计算中。质控样品应分散在分析批中，且能够与所有研究样品同样处理，以确保整个分析批准确度和精密度符合要求。

大多数情况下，LBA使用微孔板。一个分析批可包括一个或多个板。通常，每块板包含一套独立的校准曲线和质控样品。如果每块板包含独立的校准标样和质控样品，那么需单独评估每块板是否符合接受标准。但是，对于某些分析平台，样品容量可能是有限的。这种情况下，可以在第一块和最后一块板上各放置一套校正标样，但质控样品应分散在每块板上。至少在每块板的研究样品开始（之前）和结束（之后）均应放置质控样品。每块板上的质控样品及每条校准曲线均应符合接受标准（参见第4.3.2节）。计算浓度时，应整合所有校正标样进行一次回归分析。如果整合的校准曲线不符合接受标准，则整个分析批失败。

4.3.2 分析批接受标准

在方案、研究计划或SOP中应明确定义接受或拒绝分析批的标准。如果分析批包含多个处理批，则整个分析批和各个处理批均应符合接受标准。即使分析批中的一个处理批因不符合接受标准而被拒绝，分析批也有可能满足接受标准。在失败的分析批中的校准样品不能用于支持同分析批中其他批次的接受。

校正标样除LLOQ和ULOQ水平外的所有浓度水平的回算浓度应在标示值的±20%以内，LLOQ和ULOQ水平的回算浓度应在标示值的±25%以内。至少75%的校正标样且至少6个浓度水平，应符合上述接受标准。上述要求不适用于锚定点校正标样。如果设置超过6个校正标样，且其中一个校正标样不符合接受标准，则应拒绝该校正标样，应剔除该校正标样后对校准曲线进行重新评估并再次进行回归分析。

如果校正标样的LLOQ不符合要求被拒绝，则此分析批新的定量下限为校准曲线可接受的次低浓度的校正标样。如果校准标样的ULOQ不符合要求被拒绝，则该分析批新的定量上限为校准曲线可接受的次高浓度的校正标样。修订后的定量下限和定量上限校正标样将保持原来的接受标准（即±20%）。修订后的校准曲线校正范围必须涵盖所有质控样品（低、中、高）。超出修订后校准曲线校正范围的研究样品应重新进行分析。

每个分析批应至少包含3个浓度水平质控样品（低、中、高）。在研究样品分析过程中，校正标样和质控样品应与研究样品的复孔数保持一致。至少2/3的质控样品以及在每个浓度水平下50％的质控样品的准确度应在标示值的±20%以内。如果接受标准与上述标准不同，则应在SOP或方案中预先说明。

应计算所有可接受分析批中每个浓度水平质控样品总体的平均准确度和精密度，并在分析报告中进行报告。如果总体平均准确度和/或精密度超过20%，应进行额外的调查以分析导致该偏差的原因。在比较BA/BE研究中，这种情况可能会导致数据被拒绝。

4.3.3 校正范围

研究样品分析中，至少2个水平的质控样品应落入研究样品测定的浓度范围内。在预期的治疗剂量下，如果研究样品开始分析后，发现研究样品的结果聚集在校准曲线一端，那么应停止分析，在继续进行研究样品分析之前，可采取下列方法优化检测方法：缩小标准校准范围（即部分验证），更改现有的质控浓度，或者在原校准曲线范围内增加额外浓度水平的质控样品。在优化校准曲线范围或质控浓度之前，不需重新分析已分析的研究样品。

4.3.4 研究样品重分析

在开始分析研究样品之前，应在方案、研究计划或SOP中预先规定重分析生物样品的可能原因、重分析的数量和重分析后选择报告值的标准。

应在生物分析报告中报告并讨论重分析的样品数量（以及占样品总数的百分比）。对于比较BA/BE研究，应使用单独的表格报告拒绝的分析批的浓度值。

研究样品重分析可能原因有：

• 由于校正标样的准确度和/或质控样品的精密度和准确度不符合接受标准，因而拒绝该分析批；

• 检测浓度高于ULOQ；

• 因校准曲线LLOQ被拒绝，调整后的校准曲线的定量下限高于其他分析批，导致检测浓度低于调整后的定量下限；

• 设备发生故障；

• 稀释样品浓度低于LLOQ；

• 给药前样品、对照或安慰剂样品中检测到可定量的目标待测物；

• 如果生物样品为复孔检测，由于一个孔的结果未能达到预定义的接受标准（例如，复孔间差异较大，其中一个孔的浓度高于ULOQ或低于LLOQ）而获得不可报告的值。

对于比较BA/BE研究，不可接受由于PK原因（例如样品浓度不符合预期曲线）对研究样品进行的重分析，因为这样可能导致试验结果发生偏差。

生物分析报告中应报告重分析样品，并提供初始值、重分析的原因、重分析的结果、最终接受的值以及接受的理由。此外，报告中应提供由于各种原因而重分析的样品汇总表。如果在第一次分析时，产生了不可报告结果，那么单次样品重分析是足够的（例如，浓度高于ULOQ或复孔间的差异过大）。样品的重分析的复孔数应与最初分析时的孔数一致。在某些需要确认检测结果的情况下（例如，给药前样品检测到可测量浓度），在样品体积允许时需要多样品测定。

临床试验受试者的安全应优先于试验的任何其他方面。因此，在其他情况下，可能需要为了调查目的重新分析特定研究样本。

5. 已测样品再分析（ISR）

研究样品与方法验证中使用的校正标样和QC样品的表现可能不同，后者是通过向空白基质中加入待测物而制备的。在蛋白结合、已知或未知代谢物的回复转化、样品非均一性、合并用药或研究样品特有的生物组分等方面的差异，可能影响测定的研究样品中待测物的浓度。ISR旨在验证所报告的样品待测物浓度的可靠性。

至少应在下列情况下开展ISR：

• 对于本指南范围内的非临床试验，一般每个种属应至少进行一次ISR

• 所有关键性的比较BA/BE试验

• 首次人体临床试验

• 关键性早期患者试验，每个患者群体一次

• 首次或关键性肝功能和/或肾功能不全患者试验

通过使用同样的生物分析方法，在不同天单独的（即不同于原来的）分析批重新分析给定试验的部分样品，来开展ISR。

ISR的规模依赖于待测物和研究样品，并应基于对分析方法和待测物的深入了解。当研究样品总数≤1000时，至少应重新分析10%的样品；如果样品总数>1000，则应分析前1000样品的10%（即100），加上超过1000样品数目的5%样品。应在研究方案、研究计划或SOP中，预先确定ISR研究样品选取的客观标准。应从用药的群体中，尽可能随机选择受试者/实验动物，重要的是足以覆盖浓度分布。因此，推荐在峰浓度（C_max）周围选择ISR样品以及部分在消除相选择。此外，所选择的样品应代表整个试验。

不应混合样品，因为混合样品可能限制异常情况的发现。ISR样品和质控样品应以和原始分析同样的方式处理和分析。应在待测物稳定性窗口内进行ISR，但不应在与原始分析的同一天。

应根据下式计算原始浓度和重新分析测得浓度平均值的百分偏差：

% 差值=（再测试值-原始测得值）/平均值×100

对于色谱方法，至少2/3的重新分析的百分偏差应在±20%范围内。对于LBA方法，至少2/3的重新分析的百分偏差应在±30%范围内。

如果总体ISR结果不符合接受标准，则应进行调查并纠正原因。应该有SOP指导如何引发和开展调查。如果调查不能确定失败原因，则也应在分析报告中提供ISR失败对试验有效性的影响。如果ISR满足接受标准，但在多个样品的结果中显示较大的或系统性误差，这可能表明分析存在问题，建议继续开展调查。

值得关注的趋势性例子可能包括：

• 来自一名受试者的所有ISR均失败

• 来自一个分析批的所有ISR均失败

ISR评价的所有内容均应记录，以允许重构该试验和任何调查。与原始值偏差很大（例如>50%或“异常值”）的单个样品不应引发对原始样品的重新分析，且不必调查。ISR样品数据不应取代研究样品的原始数据。

6. 部分验证和交叉验证

6.1 部分验证

部分验证旨在评价对已经完整验证的生物分析方法的修改。部分验证的范围可由少至一个批内准确度和精密度的测定，到接近于完整验证。如果在一个场所建立了稳定性，则不必在另一个场所重复验证。

对于色谱法，这类典型的生物分析方法修改或变更包括但不限于下列情形：

• 使用同样方法，但变更分析地点（即生物分析方法在不同实验室间转移）

• 分析方法变更（例如变更检测体系、检测平台）

• 样品处理步骤变更

• 样品体积变更（例如较小的儿童样品体积）

• 标准曲线浓度范围变更

• 生物体液中抗凝剂变更（但反离子不变）（例如从肝素变为乙二胺四乙酸（EDTA）

• 同一种属，从一种基质变更为另一种基质（例如从人血浆变为血清或脑脊液），或同一基质，从一个种属变更为不同种属（例如从大鼠血浆变更为小鼠血浆）

• 储存条件变更

对于LBA分析，这类典型的生物分析方法修改或变更包括但不限于下列情形：

• LBA关键试剂变更（例如变更批号）

• MRD变更

• 储存条件变更

• 标准曲线浓度范围变更

• 分析方法变更（例如变更检测体系或检测平台）

• 使用同样方法，但变更分析地点（即生物分析方法在不同实验室间转移）

• 样品预处理变更

• 生物体液中抗凝剂变更（但反离子不变）（例如从肝素变为EDTA）

如果检测到的参数满足完整验证标准，则部分验证可以被接受。如果不满足这些标准，则需要额外的调查和验证。

6.2 交叉验证

当涉及多个生物分析方法和/或多个生物分析实验室时，需采用交叉验证来评估报告数据间的相关性。下列情形需要进行交叉验证：

• 在一项试验中，从不同的经完整验证的方法获得数据

• 在一项试验中，从不同实验室使用同一生物分析方法获得数据

• 在不同试验中，从不同的经完整验证的方法获得数据，将被合并或用于比较，以支持特定给药方案，或监管机构用于做出关于安全性、有效性和药品说明书的决定

如果数据来自不同的经完全验证的方法，并且数据不用于各试验合并，通常不需要交叉验证。

如果可能，应在分析研究样品之前进行交叉验证。

交叉验证应使用两种方法或在两个实验室中测量同一批QC样品（低、中、高浓度），至少三个重复，和在试验研究浓度范围内的实际样品（如果可以获得）（n≥30）的结果进行评估。

可通过Bland-Altman作图或Deming回归来评估偏差。也可以使用其他用于评估两种方法一致性的工具（例如一致性相关系数）。还可以用每种方法得到的研究样品检测浓度-时间曲线作图来评估偏差。

在进行一项比较BA/BE试验中，强烈反对使用多种生物分析方法来测量同一待测物。

7. 相关考虑

7.1 待测物同为内源性物质的分析方法

对于同为内源性物质的待测物（例如替代疗法），当检测方法不能区分治疗药物和内源性物质时，待测物检测的准确性成为挑战。此外，待测物的内源性水平可能随年龄、性别、人种、昼夜变化、疾病或药物治疗的副作用的变化而变化。

生物标志物不在本指南的范围内。如有可能，用于制备校正标样和QC样品的生物基质应与研究样品基质（即真实的生物基质）相同，且应如第3节和第4节所述无基质效应和干扰。选择的生物基质中内源性物质浓度应足够低，以获得足够的信噪比（例如，小于LLOQ的20%）。

在没有可用的无干扰基质时，可使用以下方法计算研究样品中待测物的浓度：1）替代基质法，2）替代待测物法，3）背景扣除法，4）标准添加法。

1）替代基质法：采用替代基质配制校正标样。替代基质从简单缓冲液或仿真人工基质，到去除内源性待测物的基质或其他的基质，复杂程度可能有很大差异。

2）替代待测物法：采用稳定同位素标记的待测物作为质谱法中的替代标准物质，以构建内源性待测物定量的校准曲线。此方法假设实际待测物和替代待测物除分子量外的物理化学性质基本相同。然而，同位素标准物质的保留时间和质谱灵敏度可能不同于待测物，因此，在应用该方法之前，应确认标记与未标记待测物的质谱响应的比率（即响应因子）应接近一致，并在整个校准范围内保持恒定。如果响应因子不符合这些要求，则应将其纳入校准曲线的回归方程中。

3）背景扣除法：外加待测物的校正标样中测得的浓度减去在合并基质/代表性基质中测得的内源性物质浓度，然后使用净差值建立校准曲线。加入标准物质前，若通过稀释空白基质来降低背景浓度（例如，如果需要更低的LLOQ），则研究样品和校正标样中基质的组成不同，可能导致不同的回收率和基质效应。在验证方法时，应考虑这些差异。

4）标准添加法：标准添加法仅适用于具有线性响应的分析平台。通常，标准添加法用于确定实际基质中内源性物质的浓度，以用于制备校正标样和QC样品。然而，该方法也可用于研究样品的测定。该方法中，每个研究样本被分成等份。除一份外，所有等分试样均单独加入已知和不同量的待测物标准，以构建实际空白基质或每个研究样品的校准曲线（例如，3到5个点）。然后将内源性空白浓度或研究样品浓度确定为该特定研究样品中制备的校准曲线的x轴负截距。

除了第3节和第4节中所示的验证外，同为内源性物质的待测物的分析方法进行验证还需要考虑以下因素。

7.1.1 待测物同为内源性物质分析方法的质控样品

在制备QC样品之前，应评估生物基质中内源性物质浓度。应使用内源性干扰物质浓度尽可能低的基质。QC样品的浓度应考虑实际基质中的内源性物质浓度，并应代表预期的研究样品浓度。

QC样品应类似于研究样品，并应在同一基质中制备。原则上，用于验证的所有QC样品浓度应为未添加（如果可能，内源性物质浓度在LLOQ和LQC之间）和添加已知浓度（HQC、MQC和LQC）的实际生物基质浓度的整数倍。添加样品（例如LLOQ、LQC）中待测物添加量应足以提供比内源性物质浓度高三倍以上，或统计学上足以显示比内源性浓度更高。如果多批次、不同供应商和可能含有较低浓度待测物的特殊群体基质等，总是产生内源性物质水平很高的基质，以致无法在实际基质中制备LQC，则可使用稀释基质或替代基质。

7.1.2 待测物同为内源性物质分析方法的选择性、回收率和基质效应

由于缺乏无干扰的基质，选择性的评估很复杂。对于色谱法，作为方法验证的一部分，应通过使用分辨检测系统（例如串联质谱（MS/MS））分析来自多个供体（至少6个正常空白、1个溶血和1个脂质）的基质来考察峰纯度。如果有科学原理证明，也可以考虑其他方法。

对于标准添加法和背景扣除法，由于研究样品和校正标样使用相同的生物基质和待测物，故两者具有相同的回收率和基质效应。然而，如果内源性成分不完全相同（例如重组蛋白），则应在一项平行试验中评估回收率的潜在差异。对于替代基质和替代待测物方法，校正标样和研究样品之间的基质效应和提取回收率可能不同。应评估并确保基质效应（特别是在LLOQ水平）不会影响准确度和精密度。

• 如果使用替代基质法，应评估替代基质和实际基质中不同基质效应和回收率的影响。应在同一项实验中，采用基质中加入待测物、仅内源性基质以及替代基质中加入待测物得到的QC样品，用替代校准曲线进行分析。

• 如果在质谱色谱法中使用替代待测物方法，应评估替代待测物和实际内源性物质之间不同基质效应和回收率的影响。应在同一项实验中，采用基质中加入待测物、仅内源性基质以及替代物加入基质中得到的QC样品，用替代基质校准曲线进行分析。

• 在某些情况下，当内源性物质水平较高且LLOQ需要降低时，可能需要使用替代基质稀释QC样品（例如背景扣除法）。此时，应使用内源性物质浓度在LLOQ和LQC之间的实际生物基质（如果可用），重复进行回收率和基质效应实验。

色谱法和LBA法的接受标准分别参见第3节和第4节。

由于生物基质的成分可能会影响方法性能，因此有必要考察至少6种（色谱法）/10种（LBA法）不同供体的基质，除标准添加法外，其中每个样品都用其自身的校准曲线进行分析。

7.1.3 待测物同为内源性物质分析方法的平行性

平行性确保在方法整个范围内，对于替代基质和真实生物基质，观察到的响应变化对应于待测物浓度变化是等效的。应在替代基质和替代待测物方法中评估平行性，并考虑LBA法和色谱法中对平行性的评估不同。

7.1.4 待测物同为内源性物质分析方法的准确度和精密度

准确度和精密度应分别满足第3节和第4节规定的色谱法和LBA法标准。

如果使用替代基质或替代待测物方法，应根据替代校准曲线分析QC样品来评估准确度和精密度。

空白基质中的内源性物质的浓度可以从加标样品中观察到的总浓度中确定并减去。当QC样品由含有内源性水平的待测物的基质中加入真实待测物制备时，建议使用以下公式计算准确度：

准确度(%) = （加标样品中测得浓度一内源性浓度）/标示浓度×100

只有精密度可以通过分析每一个未加待测物或内源性QC样品的来确定。

7.1.5 待测物同为内源性物质分析方法的稳定性

为了尽可能模拟研究样品，应使用实际生物基质中的真实待测物，以及第7.1.1节（QC样品部分）中定义的内源性/未添加待测物的QC样品（含有内源性物质的空白基质），以及添加待测物的LQC和HQC进行稳定性试验。然而，如果替代基质用于校正标样，还应证明替代基质中待测物的稳定性，因其可能不同于实际生物基质中的稳定性。

7.2 平行性

平行性定义为校准曲线和系列稀释研究样品之间的平行关系，以检测稀释对待测物测量的任何影响。虽然药动学研究中平行性缺失的情况较罕见，但应根据具体情况评估LBA法的平行性，例如，在研究样品分析期间怀疑基质成分（如内源性结合蛋白的存在）造成的干扰。生物分析报告中应包括平行性考察或其缺失的理由。有些方法可能会在一个患者群体中证明平行性，但在另一个群体中则缺乏平行性。通常，由于在方法开发或验证期间无法获得研究样品，因此应在研究样品分析期间进行此类实验。应使用空白基质将高浓度（最好接近C_max）的研究样品稀释到至少三个浓度。稀释系列中样品之间回算浓度的一致性不得超过30%CV。然而，当应用30%标准时，应仔细监测数据，因为通过该标准的结果仍可能显示出不平行的趋势。如果样品没有线性稀释（即非平行方式），则应事先确定报告结果的步骤。

7.3 回收率

对于采用样品提取的方法，应评估回收率（提取效率）。回收率报告为通过该方法的样品提取和处理步骤，得到的待测物占已知量的百分比。回收率是通过比较加入待测物并进行处理的生物样品中的待测物响应，与空白生物样品处理后加入待测物的响应来确定的。待测物的回收率不必达到100%，但待测物和内标（如果使用）的回收率应一致。建议通过比较多个浓度（通常为低、中、高三个浓度）下提取样品的分析结果来进行回收率实验。

7.4 最低需求稀释度

最低需求稀释度（MRD）是一个稀释因子，用于以缓冲溶液稀释样品，来减少背景信号或基质对LBA分析的干扰。所有样品的MRD应相同，包括校正标样和QC样品，并应在方法开发期间确定。如果方法建立后MRD发生变化，则需要进行部分验证。MRD应在分析方法的验证报告中定义。

7.5 商品化与诊断试剂盒

商品化或诊断试剂盒（称为试剂盒）有时与新药或治疗用生物制品共同开发，用于患者床旁诊断。本指南本节中的建议不适用于患者床旁诊断试剂盒（例如，配套或补充诊断试剂盒）的开发。此类试剂盒的开发请参阅监管机构的相关指导文件。

如果申请人重新调整试剂盒的用途（而不是开发新方法），或在新药开发过程中使用“研究专用”试剂盒检测化学或生物药物浓度，申请人应评估试剂盒验证，以确保其符合本指南中描述的药物开发标准。

试剂盒分析方法验证注意事项包括但不限于：

• 如果试剂盒中的标准对照品与研究样品不同，则应评估试剂盒试剂的分析性能差异。应在进行研究样品分析的实验室实际使用条件下，证明试剂盒分析的特异性、准确性、精密度和稳定性。对试剂盒操作说明中的修改应经过完整验证。

• 使用稀疏校正标样（例如，一点或两点校准曲线）的试剂盒应进行内部验证实验，以建立在整个校准范围包含足够数量校正标样的校准曲线。

• 实际QC样品浓度应该是已知的。浓度以范围表示的QC样品不足以用于定量。在这种情况下，应制备和使用已知浓度的QC样品，而不是试剂盒提供的QC样品。

• 校正标样和QC样品应使用与研究样品相同的基质制备。附带校正标样和QC样品的试剂盒中基质不同于研究样品，应进行适当的实验证明其合理性。

• 如果在一项试验中使用多个批次分析试剂盒，则应对试剂盒中包含的所有关键试剂的批间变异和可比性进行说明。

• 如果试剂盒需使用多个分析板，则应在每个板上使用足够的重复QC样品来监测分析的准确性。应为单个板和整个分析批制定接受标准。

7.6 新技术或备选技术

当一种新技术或备选技术从药物开发开始就被用作唯一的生物分析技术时，不需要与现有技术进行交叉验证。

使用两种不同的生物分析技术用于药物开发，可能会对同一药物产生难以解释的数据。当一个平台产生的药物浓度与使用另一个平台获得的药物浓度不同时，就会出现这种结果。因此，当一个新的或备选的分析平台取代药物开发中以前使用的平台时，充分理解潜在的差异很重要。从以前的平台技术生成的数据应与新的或备选平台技术的数据进行交叉验证。鼓励在药物开发的早期向监管机构寻求反馈。强烈反对在BA/BE比较性研究中使用两种方法或技术。

在基于法规要求生物分析中使用新技术，应基于方法开发而预先确定验收标准，并经过验证。

7.6.1 干基质方法

干基质法（DMM）是一种采样技术，其优点包括作为药物分析的微量采样技术，针对药物分析可减少血液样品的采集量，以及易于收集、储存和运输等。除LC-MS或LBA的典型方法学验证外，在支持申报的研究中使用DMM之前，需要进一步验证该采样方法，例如：

• 红细胞比容（尤其是将全血滴入卡片中）

• 样品均匀性（特别是卡片或装置上的样品分冲孔）

• 从干基质中提取样品

• 用于ISR的DMM样本采集

➢应注意为ISR保留足够的样本量或重复数

➢应通过多次打孔样品进行评估，或采样一式两份

当DMM用于临床或非临床研究时，如果在同一研究中也使用典型的液体方法（例如，液体血浆样品），则这两种方法应按照规定进行交叉验证（参考第6.2节）。关于非临床TK研究，请参考ICH S3A Q&A第4.1节。鼓励在早期药物开发时获得相关监管机构的反馈。

8. 文档资料

对于适当验证的分析方法，必须有通用和具体的SOP以及保存良好的记录。生物分析方法验证产生的数据应存档，并可用于数据稽查和核查。表1描述了推荐向监管机构提交的资料和在分析检测现场核查时应获取的资料。资料可以保存在分析现场或另外的的安全场所。在这种情况下，应在要求时随时提供文件。

所有能复原检测和报告过程的相关必要资料应在安全环境下保管。相关资料包括但不限于源数据、方案和报告、支持程序、操作和环境关注要点的记录，以及所有相关方之间的通讯记录。

无论资料的格式如何（即纸质或电子文档），记录都应与事件同步进行，后续更改不应使原始数据模糊。变更或重新处理数据的依据应有足够细节的记录，并应保存原始记录。

8.1 摘要信息

在通用技术文件（CTD；或电子CTD,eCTD）2.6.4/2.7.1或报告中，摘要信息应包括下列各项：

• 应包括用于每项试验的方法总结。每个方法总结应提供方法标题、方法识别编号、分析类型、生物分析报告编号、方法生效日期以及相关的验证报告编号。

• 应提供每个待测物所有相关验证报告的总结表，包括部分验证和交叉验证报告。该表应包括方法识别编号、方法类型、使用新方法或额外验证的原因（例如降低定量限）。应清楚标识方法的变更。

• 当一个方法针对方法、验证报告和生物分析报告有不同的编号时，应提供交叉引用多个识别编号的总结表。

• 方法变更相关讨论（例如方法的演变、修订的原因、方法独特性）。

• 对于比较BA/BE试验，列出监管机构的核查清单，包括在过去三年内以及在试验完成后一年内对每个分析检测现场核查的日期和结果。

8.2 验证和生物分析报告的文件

表1描述了对于验证和生物分析报告的推荐文件。

* 申请人应在分析地点保存数据以支持在验证报告和生物分析报告中提交的总结数据。应在申请中提交验证和生物分析报告。

^# 可以作为验证报告的附录或链接。

^## 可以在验证报告中提交，也可以在生物分析报告中提交。

9. 专业术语

准确度：在指定条件下（或以特定方法测量）测得值与标示值或已知真实值的接近程度。在本文中，准确度表示为标示值的百分数。

准确度（%）=（测得值/标示值）×100

分析：从样品处理/稀释，到在分析仪器上测量的一系列分析程序。

待测物：特定的被测化学组分，包括原形药物、生物分子或其衍生物，或在生物基质中的代谢物。

分析批（也称为“批”）：完整的一组分析和研究样品，含适当数量用于验证的校正标样和QC样品。一天内可以完成几个分析批，或几天内完成一个分析批。

锚定校正标样或锚定点：添加待测物的一组样品，其浓度低于校正曲线的LLOQ或高于ULOQ，通过分析来改进LBA的曲线拟合。

处理批（针对生物分析）：处理批包含QC样品和研究样品，以及可能的空白样品、零样品以及校正标样，它们在固定的时间周期内，由同一组分析人员使用同样的试剂在同样条件下被处理。

批次（针对标准品和试剂）：特定量的物质，由一个或一系列过程产生，从而预期在特定限度内具有均一性。也称“Lot”。

偏差：一个测量过程对总体参数值的过高或过低估计的趋势。

生物分析方法：用于定量测定生物基质中待测物的分析方法。

生物药物：由活生物体或细胞制成的药物（如治疗性蛋白质）。

生物基质：一种生物材料，包括但不限于全血、血清、血浆和尿液。

结合试剂：在基于LBA的生物分析方法中，与待测物结合的试剂。

空白样品：不含待测物和内标，且不含额外加入的替代基质或缓冲液的生物基质样品。

校准曲线：仪器响应（例如峰面积、峰高或信号）与给定范围内校正标样中的待测物浓度（含量）的关系。也称为“标准曲线”。

校准范围：校正标样中待测物的高、低浓度区间（包括两端浓度）。

校正标样：加入已知量待测物的基质。校正标样被用于构建校正曲线。

残留效应：一个样品中出现的来自上一个样品中待测物的信号。

化学药物：化学合成药物。

关键试剂：LBA的关键试剂包括结合试剂（例如抗体、结合蛋白、肽）和对分析结果有直接影响的含酶组分。

交叉验证：对两个生物分析方法之间或同一生物分析方法用于不同实验室的潜在偏差的评估，以确定报告的数据是否有可比性。

稀释可靠性：对样品稀释过程的评估，以确认该过程不影响待测物的测量浓度。

稀释线性：证明LBA方法可以适用于分析浓度超过校正曲线ULOQ浓度的样品而没有前区（钩状）效应，并且测量浓度不受校正范围内稀释影响的参数。

稀释因子：样品稀释的倍数。

完全验证：获得所有验证参数，以确保方法应用于样品分析时的完整性。

钩状效应：特定待测物浓度非常高时对响应的抑制。钩状效应可能出现在LBA中使用孵育结合试剂和待测物的液相反应步骤。也称前区效应。

已测样品：从试验受试者或动物获得的样品。

已测样品再分析（ISR）：在不同天的不相关分析批中，重新分析一部分已测样品，以确定原分析结果是否可以重现。

干扰物质：在基质中存在的可能影响待测物定量的物质。

内标（IS）：待测物的结构类似物或稳定同位素标记化合物，其浓度已知且恒定地加入到校正标样、QC样品和研究样品中，以促进目标待测物的定量。

配体结合分析（LBA）：使用与待测物特异性结合的试剂，对目标待测物进行分析的方法。使用标记的试剂检测待测物，例如酶、放射性同位素、荧光团或发色团。反应在微孔板、试管或光盘等中进行。

定量下限（LLOQ）：使用预先定义其精密度和准确度的方法，使样品中的待测物可被定量测定的最低浓度。

基质效应：由于样品中存在意外的待测物或其他干扰物质，而直接或间接改变或干扰响应。

最低需求稀释度（MRD）：对于LBA分析，生物样品以缓冲液稀释的最初稀释因子。MRD可能不是最终稀释，但应对所有样品保持一致，包括校正标样和QC样品。然而样品可能需要进一步稀释。

标示浓度：理论浓度或预期浓度。

平行性：平行性表明系列稀释的已测样品响应曲线平行于校正曲线。平行性是一个性能特征，可以用来发现潜在的基质效应。

部分验证：对选定验证参数进行评估的验证。用于在完整验证之后被变更的方法。

精密度：一系列测量值之间的一致性（即分散度）。精密度用变异系数（CV）或相对标准差（RSD）表示，用百分比表达。

%CV = （标准差/平均值）×100

处理后样品：已经过各种操作（例如提取、稀释、浓缩）后的最终样品。

质控样品（QC）：加入已知量待测物的生物基质，用于监测生物分析方法的性能，并评估单个处理批或分析批中分析的未知样品结果的完整性和有效性。

重分析：对之前分析过的样品进行的额外评估。也称为重复分析。

回收率：分析过程的提取效率，报告为经过该方法的样品提取和处理步骤的已知待测物含量的百分比。

参照标准：用于制备校正标样和质控样品的具有已知纯度和特性的物质。

重积分：重新分析色谱峰。

重复：研究样品、校正标样或QC样品的几次测定之一。

重现性：重复实验时获得结果的一致程度。

响应函数：充分描述仪器响应（例如，峰面积或高比或信号）与校正标样中待测物浓度（量）之间关系的数学表达式。响应函数是在给定浓度范围内定义的。另见校正曲线。

分析批汇总表：分析批中单个样品、QC和校正标样的所有数据的表格输出（例如，对于色谱法有保留时间、待测物和IS响应、浓度、稀释因子（如有）、采集时间；对于配体结合分析，有待测物响应、浓度、稀释因子）。

选择性：分析方法在生物基质中存在干扰物质（非特异性干扰）的情况下区分和测量待测物的能力。

灵敏度：能够以可接受的准确度和精密度测量的待测物最低浓度（即LLOQ）。

特异性：分析方法检测和区分待测物与其他物质的能力，包括其相关物质（例如，结构与待测物相似的物质、代谢物、异构体、杂质或伴随药物）。

稳定性：在特定的储存和使用条件下，在给定的时间间隔内，相对于起始物质，测量给定基质中待测物的完整性（无降解）。

标准曲线：仪器响应（例如峰面积、峰高或信号）与给定范围内校正标样中待测物浓度（量）之间的关系。也称为校准曲线。

标准操作规程（SOP）：使特定功能和过程达到一致的详细书面说明。

储备液：已知浓度的溶剂或溶剂混合物中的待测物，用于制备校正标样或QC样品。

研究样品：非临床或临床试验中纳入的动物或受试者的样品。

替代基质：来源有限的试验基质（如组织、脑脊液、胆汁）的替代物，或含有干扰性内源待测物的试验基质的替代物。

系统适用性：在分析批运行之前，通过分析制备的、加入待测物的样品来确定仪器性能（例如信噪比、峰形、保留时间），该分析不属于样品分析的一部分。

总误差：准确度（%）和精密度（%）误差的绝对值之和。总误差报告为误差百分比（%）。

定量上限（ULOQ）：样品中可通过预先定义的精密度和准确度进行定量测定的待测物最高浓度。

验证：证明生物分析方法适用于其预期目的。

工作液：通过在适当的溶剂中稀释储备液而制备的非基质溶液。通常添加到基质中，以制备校正标样和QC样品。

零样品：加入内标的空白样品。